Tinción supravital con azul de metileno (7 de Noviembre de 2014)

Justificación de la técnica y metodología utilizada

Cuando se quiere investigar las estructuras celulares, se pueden utilizar las tinciones, que son un conjunto de procesos que conducen a la coloración de las estructuras que componen las células sanguíneas. Esto tiene por objeto el aumentar el contraste entre esas estructuras y el medio que las rodea, y permite por tanto que las células sean visualizadas microscópicamente con mayor facilidad.

Hay dos formas diferentes de tinción. Una es la que se hace con tejido muerto. La segunda, utiliza tejido o células vivas para su observación.

En esta segunda forma de investigar estructuras celulares, se distinguen a su vez dos tipos de tinciones:

-          Tinciones vitales: consisten en la introducción de un colorante en la circulación de un organismo vivo.

-          Tinciones supravitales: emplean el colorante sobre células o tejidos vivos aislados del organismo.

En ambos casos, lo que se pretende es destacar los elementos de la célula viva y seguir los procesos vitales en el interior de la misma.

Los colorantes vitales más utilizados son el rojo neutro, que tiñe fundamentalmente los gránulos citoplasmáticos, el verde Jano, que tiñe mitocondrias y otros orgánulos celulares, y el azul de metileno, que tiñe núcleos y algunas estructuras celulares.

En esta tinción supravital, utilizaremos como colorante el azul de metileno nuevo. Este es de carácter básico y tiñe fundamentalmente los núcleos celulares.

 

Identificación de la muestra utilizada

Para esta tinción, utilizaremos sangre capilar fresca propia de cada uno

 

Material utilizado

En esta practica el material que hemos utilizado es el siguiente:

• Alcohol
• Gasas
• Gradilla
• Lanceta
• Tubo de ensayo
• Portaobjetos
• Cubreobjetos
• Pipeta Pasteur de plástico
• Parafilm

Reactivos:

• Azul de metileno

Muestra:

• Sangre

Secuenciación y procedimiento seguido

1.    Preparamos el colorante de la siguiente manera:

                   - Azul de metileno nuevo 0,5 g.

                   -  Oxalato potásico 1,6 g.

                    -  Agua destilada c.s.p. 100 ml.

2.    Extraemos la sangre:

2.1 Elegimos el tercer o cuarto dedo de una de las manos y lo desinfectamos con un algodón embebido en un desinfectante apropiado. Dejamos que el desinfectante se evapore.

2.2 Con una lanceta, pinchamos firme y rápidamente una cara lateral del pulpejo seleccionado. Presionamos el extremo del dedo, a nivel del lado opuesto al de la punción, hasta obtener la cantidad de sangre deseada.

2.3.Recogemos la sangre en un tubo, dos gotas.

 

3.     Como la proporción es 1:1, a continuación ponemos en el tubos dos gotas de colorante (azul de metileno).La mezcla también se puede preparar directamente en el portaobjetos y con la pipeta Pasteur la depositamos en el tubo.

4.     Tapamos el tubo con Parafilm y dejamos la mezcla en reposo, a temperatura ambiente, durante 10 minutos.

5.     Transcurrido el, tiempo aspiramos 1 gota de la mezcla y la ponemos en el portaobjetos, cubriéndola con el cubreobjetos

6.     Observamos al microscopio

 

Descripción y registro de los resultados

Con la visualización de la muestra teñida, ésta puede darse como válida al poder observarse los núcleos teñidos.

Este tipo de tinción ha de observarse rápidamente puesto que las células no permanecen vivas durante mucho tiempo.

En la observación al microscopio se pueden apreciar los núcleos celulares teñidos.

Aplicación del control de calidad
Al igual que en prácticas anteriores, debemos tener en cuenta:
            -        El buen estado del microscopio.

-        El estado del azul de metileno si ya se encuentra preparado.

-        Portaobjetos bien limpios.

-        Realizar correctamente la proporción de sangre y el azul de metileno.

Normas de seguridad y prevención de riesgos laboralesLas normas de PRL a seguir en esta técnica son:

·         Lavado de manos antes y después de la realización de la práctica.

·         Uso de bata y guantes.

·         Manejo correcto de lancetas, portas y reactivo, así como su correspondiente desechado en los contenedores adecuados.

·         Lavado correcto de los portas y posterior deposición en la cubeta con la solución para su posterior utilización.

·         Adoptar la postura correcta del cuerpo en las observaciones.

·         El azul de metileno es combustible. Mantener alejado de fuentes de ignición. En caso de incendio pueden formarse vapores tóxicos.

·         Mantener el puesto de trabajo limpio y ordenado.

 

Cuidado del medio ambiente

Dado que el azul de metileno es contaminante, los debemos depositar el sobrante en una garrafa destinada para su desecho y no verterlo por el desagüe del fregador o lavabo, así como debemos utilizar correctamente los contenedores destinados para las lancetas utilizadas y portas rotos.

Observaciones, comentarios y conclusiones
De acuerdo a la reacción que ocurre, existen diferentes tipos de tinción, siendo una de ellas la tinción con el colorante Azul de Metileno, que es una tinción simple que se basa en la afinidad del colorante por los componentes celulares y se utiliza para destacar el microorganismo completo para que se vean las estructuras celulares básicas. Se utilizan solamente para incrementar el contraste; todas las células absorberán el colorante y quedarán teñidas del mismo color. Por tanto, la tinción simple mejora la observación de la célula completa. 

Hoja de trabajo
1. en que se diferencia una tinción vital de una supravital?
Una tinción supravital es una muestra teñida viva fuera del organismo y una tinción vital es teñir una muestra dentro del organismo

2. ¿Cuáles son los colorantes vitales mas utilizados?
Rojo neutro, verde Jano y azul de metileno

3. ¿Qué tipo de estructuras tiñe selectivamente el verde Jano?
Mitocondrias

4. ¿Cuáles son las ventajas de una tinción supravital?
Destacar los elementos de la célula viva y seguir los procesos vitales en el interior de la misma

5. ¿Cuáles son los inconvenientes?
Hay que observar rápido la muestra porque no sobreviven mucho tiempo